MOI 計算器
輸入目標感染複數（MOI）、細胞數與病毒效價，即時算出所需病毒量（PFU）與加入的病毒原液體積（µL），適用於病毒感染與轉導實驗。
輸入資料
計算結果
重點速覽：感染複數（multiplicity of infection, MOI）是病毒感染實驗中，每個細胞平均加入的具感染性病毒顆粒數（PFU/cell）。給定目標 MOI 與細胞數，所需病毒量（PFU）= MOI × 細胞數；再除以病毒效價（PFU/mL）即得需加入的病毒原液體積。MOI 決定感染強度：MOI 越高，理論上愈多細胞被感染，但過高可能造成細胞毒性。
計算公式
所需病毒量：PFU = MOI × 細胞數。
所需體積（mL）：V = PFU ÷ 效價（PFU/mL）。
換算 µL：V(µL) = V(mL) × 1000。
$$\text{PFU} = \text{MOI} \times N_{cells}$$$$V = \dfrac{\text{PFU}}{\text{titer}}$$使用說明
- 填入目標 MOI（如溶解性感染 5–10、轉導 1–20）與待感染細胞數。
- 填入病毒原液效價（PFU/mL 或 TU/mL）。
- 右側即時顯示所需病毒量（PFU）與加入的原液體積（µL）。
5 × 10⁵ 細胞、效價 1 × 10⁸ PFU/mL 時各 MOI 用量
| 目標 MOI | 所需病毒量（PFU） | 原液體積（µL） |
|---|---|---|
| 0.5 | 2.5 × 10⁵ | 2.5 |
| 1 | 5.0 × 10⁵ | 5 |
| 5 | 2.5 × 10⁶ | 25 |
| 10 | 5.0 × 10⁶ | 50 |
| 20 | 1.0 × 10⁷ | 100 |
感染泊松分布下，MOI=1 約 63% 細胞至少被感染一次；欲近乎 100% 感染常用 MOI ≥ 5。
理財情境案例
腺病毒溶解性感染
6 孔盤一孔約 5 × 10⁵ 細胞，欲以 MOI 10 感染，病毒效價 1 × 10⁸ PFU/mL。
所需病毒量 = 10 × 5 × 10⁵ = 5 × 10⁶ PFU；體積 = 5 × 10⁶ ÷ 1 × 10⁸ = 0.05 mL = 50 µL。
吸取 50 µL 病毒原液加入含少量培養液的孔中，輕搖分布後補足培養液即可。
慢病毒低 MOI 轉導
為建立單拷貝整合的穩定株，取 1 × 10⁶ 細胞以 MOI 0.1 轉導，效價 5 × 10⁷ TU/mL。
所需病毒量 = 0.1 × 1 × 10⁶ = 1 × 10⁵ TU；體積 = 1 × 10⁵ ÷ 5 × 10⁷ = 0.002 mL = 2 µL。
低 MOI 使多數受感染細胞僅整合一份基因，配合抗性篩選利於獲得均一表現的細胞株。
常見問題
MOI 應該選多少？
視實驗目的而定。溶解性/瞬時表現常用 MOI 5–10 追求高感染率；建立穩定整合株（尤其慢病毒）則用 MOI 0.1–1，讓多數細胞僅整合單一拷貝。過高 MOI 可能造成細胞毒性與非特異效應，需依細胞類型與病毒種類優化。
PFU、TU 與病毒顆粒數有何不同？
PFU（噬斑形成單位）與 TU（轉導單位）都是具功能感染性的顆粒數，是計算 MOI 的正確依據。病毒顆粒總數（VP，如 qPCR 或 ELISA 測得）通常遠高於功能效價，兩者比值（VP/PFU）常達數十至數百，直接用 VP 會嚴重高估實際 MOI。
MOI=1 是不是每個細胞剛好感染一顆病毒？
不是。病毒與細胞相遇服從泊松分布，MOI=1 時約 37% 細胞未被感染、37% 感染一次、26% 感染多次。要讓幾乎所有細胞至少被感染一次，需把 MOI 提高（如 MOI=5 時未感染比例降至約 0.7%）。
效價填 PFU/mL 還是 TU/mL？
兩者皆可，只要與病毒種類匹配即可。裂解性病毒（腺病毒等）多用噬斑法測 PFU/mL；慢病毒/逆轉錄病毒常用流式或 qPCR 測 TU/mL。填入原液的功能效價，計算出的體積即為加入的原液量。
算出的體積太小怎麼辦？
若體積小於可準確移取的量（如 <1 µL），可先將病毒原液稀釋 10 倍或 100 倍再重新計算，使需加入體積落在 2–20 µL 的可靠移液範圍，降低移液誤差對實際 MOI 的影響。
相關工具
參考資料
內容審核：香港計算器科學團隊。MOI 公式與泊松分布感染率參考標準病毒學實驗手冊。